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Comment obtenir un prélèvement à valeur diagnostique ?

Les obstacles à un prélèvement diagnostique sont :

  • L’absence de cellules ou que du sang
  • Des cellules endommagées
  • Un prélèvement trop épais
  • La présence de contaminant qui recouvre les cellules

 

Points clés

  • Aiguille 23G à biseau long
  • Privilégier le carottage
  • Le mouvement de va-et-vient se réalise de manière franche, répétée (environ 10 fois) dans une même direction (entrée lente dans la peau mais rapide dans l’organe)
  • La seringue stabilise le geste
  • Vider l’aiguille, étaler et sécher (très) rapidement après être sorti de l’animal
  • Un sèche-cheveux en position « froid » facilite un séchage rapide des lames
  • Multiplier les prélèvements dans différentes zones de la lésion
  • Identifier les lames au crayon à papier HB

 

Matériel

  • Les lames
    • Utiliser des lames à bord dépollis pour faciliter l’identification des lames
    • Elles sont vendues lavées et dégraissées : Inutile de les nettoyer !
    • Elles doivent être sorties avant le début de la ponction car une fois retirée de l’animal, l’aiguille doit être vidée sans délai sur la lame pour éviter que son contenu ne sèche (une cause fréquente de cellules endommagées)
    • Toute lame sortie non-utilisée doit être jetée
    • Les lames préparées doivent être identifiées au crayon HB

 

  • Les aiguilles
    • Privilégier :
      • un biseau long afin de réaliser une « carotte »
      • une longueur suffisante pour atteindre les structures profondes (25 mm ok pour la majorité des prélèvements)
      • Les aiguilles 23 G, les bleues. Contrairement à une idée reçue, un plus gros diamètre n’augmente pas la qualité du prélèvement. Il augmente les risques de douleur et d’hémodilution.

 

  • La seringue
    • Privilégier une seringue de 5 ml
      • Elle ne sert le plus souvent qu’à maintenir l’aiguille et pousser le contenu sur la lame
      • Si une aspiration est prévue, les seringues de plus gros volume peuvent avoir un piston difficile à tirer ce qui peut engendrer vibrations ou tremblements du propriétaire et inconfort voir douleur pour l’animal.
    • Permet de stabiliser le geste (accroître sa précision)

 

Techniques de prélèvement

  • Prélèvement à l’aiguille fine 
    • A privilégier quand c’est possible, y compris pour les lésions cutanées, sous-cutanées, suintantes, ulcératives (dans ces 2 derniers cas, faire en plus un calque superficiel pour identifier d’éventuels agents infectieux, populations inflammatoires primaires ou secondaires )
    • Permet d’atteindre la lésion en profondeur et d’éviter les contaminants et l’inflammation de surface
    • 2 techniques sont décrites
      • Le carottage : s’obtient par mouvement de va et vient dans l’organe ou la masse. Pas d’aspiration.
        • A privilégier de manière générale car moins de risque d’endommager les cellules (nœuds lymphatiques périphériques, rate, foie)
        • Après pénétration de l’organe ou de la masse, appliquer un mouvement franc d’aller-retour (environ une dizaine de va-et-vient) sans modifier la trajectoire pour éviter les saignements
      • L’aspiration : Le piston de la seringue est maintenu en dépression pendant le prélèvement.
        • S’utilise :
          • Pour des cibles de faible diamètre, trop petites pour réaliser un mouvement de va et vient en restant dans la lésion
          • Quand le mouvement représente un risque de lésions pour les tissus adjacents.
          • Pour les lésions à contenu liquidien.

 

  • Empreintes de biopsie
    • Le principal risque est de n’avoir que du sang
      • Bien éponger la tranche de la biopsie en la tamponnant délicatement sur du papier essuie-tout.
      • Appuyer fermement la tranche de la biopsie sur la lame. Si le prélèvement a été correctement épongé, le tissu cellulaire adhère à la surface de la lame
      • Décoller doucement le prélèvement de la lame : un léger film translucide doit être visible à la surface de la lame. Si ce n’est pas le cas, répéter en imprimant un (très) léger mouvement horaire-anti horaire au prélèvement
      • Faire plusieurs impressions sur chaque lame
      • Sécher rapidement
      • Si la biopsie est de petite dimension, on peut préférentiellement la rouler délicatement à la surface de la lame.

 

  • Grattage des lésions
    • Utilisés essentiellement pour les lésions cutanées
    • S’utilisent quand la lésion n’est pas assez épaisse pour un prélèvement à l’aiguille fine
    • Les lésions doivent être nettoyées de manière agressive pour éviter de n’avoir que de l’inflammation et des contaminants de surface
    • Le grattage doit être prolongé jusqu’à la rosée sanguine
    • Le matériel est rapidement étalé sur une lame

 

  • Ponctions liquidiennes
    • Prélever dans 2 tubes
      • Un tube EDTA pour la cytologie
      • Un tube sec pour les autres analyses (biochimie, culture,..)
    • Les liquides naturellement pauvres en protéines (LCR, LBA, urine) sont de mauvais milieux pour la conservation des cellules
      • Ajouter 1ml de sérum de l’animal au tube EDTA améliorera significativement la conservation des cellules : préciser le volume ajouté car cela affecte la concentration cellulaire.
    • Si possible, réaliser un étalement de liquide à envoyer en plus des tubes
      • La technique du frottis sanguin est adaptée pour les liquides suffisamment cellulaires (en général, aspect trouble)

 

Technique de prélèvement : variantes selon l’organe ponctionné

  • Pour les liquides peu cellulaires (limpides), il est préférable de concentrer les cellules, si possible par centrifugation mais si ce n’est pas possible, un étalement « stop » est une alternative (on commence comme un frottis mais on relève la lame qui sert à étaler quand on est à la moitié de la lame qui contient le prélèvement : on obtient une ligne d’arrêt).

 

  • Foie
    • Son accès est parfois impossible du fait de la position très crâniale du foie dans l’abdomen chez les chiens à thorax profond.
    • Aiguilles bleues (23G)
    • Attention à la vésicule biliaire : Lorsque cela est possible (sur des affections diffuses par exemple), il faut ponctionner préférentiellement les lobes gauches.
  • Vésicule biliaire
    • L’aspiration se fait à l’aiguille bleue, reliée à un prolongateur afin de vider totalement le contenu de la vésicule.
    • Si vous ne parvenez pas à effectuer la vidange complète d’un seul coup (aiguille bouchée par de la bile épaisse par exemple), il est préférable de ne pas renouveler  l’opération.
  • Rate
    • Bon résultats obtenus avec des aiguilles bleues ou/et orange (25G, 16mm) si la profondeur de la rate le permet.
  • Reins
    • Seule la corticale doit être ponctionnée et pour cela, l’aiguille doit avoir un trajet très tangentiel afin de ne pas pénétrer la médullaire qui est très richement vascularisée.
    • Une aiguille bleue est suffisante.
    • Placer l’animal en décubitus latéral peut parfois offrir une fenêtre de tir plus satisfaisante que le décubitus dorsal. Le rein gauche est à privilégier si vous avez le choix car la ponction est significativement plus facile que sur le rein droit (rein plus caudal et plus ventral)
  • Prostate
    • Un impératif : éviter l’urètre…donc bien le repérer (grâce au sillon médian de la prostate) avant de piquer d’un côté ou de l’autre.
    • Le lobe droit de la prostate se ponctionne par abord droit du fourreau et le lobe gauche par la gauche afin d’éviter les accidents.
  • Poumon
    • Il est conseillé d’utiliser la technique d’aspiration
    • L’important est de maintenir l’aiguille la plus immobile possible dans la zone d’intérêt afin de ne pas être délabrant sur les structures avoisinantes et ne pas provoquer de douleur.
  • Os
    • Il faut ponctionner le centre de la zone jugée anormale
    • Ne pas hésiter à aspirer et multiplier les prélèvements
    • Les lésions tumorales osseuses semblent beaucoup moins douloureuses que les lésions infectieuses (ostéomyélites). Si le diagnostic différentiel entre processus tumoral et processus infectieux n’est pas sûr, ne pas oublier de diluer légèrement le contenu de l’aiguille avec du sérum physiologique et de mettre le prélèvement en culture.

 

Techniques d’étalement

 Soyez rapides

  • Préparation « lame sur lame »
  • Le dépôt est effectué à un demi-centimètre du bord de la première lame
  • Un petit dépôt est à privilégier : étalement plus facile et de meilleure qualité
  • Une deuxième lame est déposée sur le dépôt, perpendiculairement à la première, sans exercer de pression
  • La deuxième lame est délicatement glissée dans le sens de la longueur de la première lame, sans exercer de pression
  • Les 2 lames sont séchées le plus rapidement possible (en utilisant un sèche-cheveux en mode « froid » si disponible)
    • Préparation « frottis »
  • Technique intéressante quand le matériel contient suffisamment de fluide
  • Dans ce cas, la technique est la même que pour un frottis de sang (voir le « tuto » relatif dans « informations utiles » si nécessaire)
  • Il faut veiller à ce que le matériel soit épuisé environ un demi-centimètre avant d’atteindre l’extrémité de la lame, sans quoi les cellules d’intérêt ne seront pas observables !

 

Causes fréquentes de matériel non diagnostique (et moyens d’y circonvenir)

  • Absence de matériel

     → Ne soyez pas timide (entrée lente dans la peau mais rapide dans l’organe)

  • Lors du « carottage » le mouvement de va et vient doit être rapide et franc, et sur une distance aussi longue possible selon la taille de la lésion
  • Lorsque la texture de la masse est fibreuse, ou crissante, pratiquer le va et vient de la technique de « carottage » en même temps qu’une légère aspiration (2-3s)
  • Dans certains cas où les cellules n’exfolient pas, il peut être nécessaire de recourir à une biopsie
    • Le matériel obtenu n’est pas représentatif de la lésion
      • Animal gras/obèse : la cible n’est pas atteinte mais le gras qui l’entoure
      • Zone de nécrose (fréquents lors de tumeurs de grande taille)
      • Tumeurs à contenu liquidien : le liquide ne contient pas toujours de cellules tumorales.

→ Multiplier les prélèvements et les lames

  • Un des moyens les plus simples d’augmenter le potentiel diagnostique
  • Il est plus facile de multiplier les lames tant que l’animal est là que de le faire revenir pour un autre prélèvement, d’autant que la procédure est peu/pas douloureuse et généralement bien tolérée. C’est encore plus vrai si l’animal est anesthésié.
  • Ponctionner différentes zones de la lésion = plusieurs prélèvements (1 seule direction lors d’un prélèvement)
  • A titre indicatif, 4-5 lames est un nombre raisonnable
  • Prélèvement hémorragique 
    • Le principe de l’aspiration à l’aiguille fine repose sur la migration des cellules d’intérêt par capillarité le long de l’aiguille. Quand les vaisseaux sont rompus, ce qui migre le plus facilement est le sang, au détriment des cellules d’intérêt
    • Utiliser un diamètre d’aiguille pas trop grand
      • 23G (bleues) dans la plupart des cas, parfois 25 G (oranges)
      • Privilégier la longueur du biseau !
    • Lorsque la technique d’aspiration est retenue : pas plus de quelques secondes
    • S’il y a du sang dans le barillet de la seringue, c’est trop tard : recommencer.
  • Le matériel est abimé lors de l’étalement
    • Une fois l’aiguille sortie de l’animal, son contenu doit être immédiatement poussé sur une lame
    • Pour gagner du temps, la seringue montée sur l’aiguille est pré-remplie avec environ 1cc d’air avant le prélèvement
    • Pour évacuer le contenu de l’aiguille, il faut s’approcher au maximum de la lame
    • Eviter d’envoyer un spray sur la lame ! Les gouttelettes vont sécher trop vite, avant d’être étalées et la lame risque d’être ininterprétable
    • Etaler le plus rapidement possible
  • La préparation est trop épaisse
    • Privilégier des petits dépôts de matériel: L’étalement d’un petit dépôt sera plus facile et de meilleure qualité

 

Risques

  • Risque hémorragique
    • Thrombopénie
    • Animal urémique (dysfonction plaquettaire)
    • Intoxication aux anti-vitamine K (raticides)
    • Insuffisance hépatique grave (déficience en facteurs de coagulations)
    • CIVD
    • Animaux thrombotiques (lors d’AHMI par exemple)

→ En cas de doute n’hésitez pas à demander une numération plaquettaire et les temps de coagulation !!

  • Risque de pneumothorax
    • Limité en ne ponctionnant que des masses superficielles (en contact avec la plèvre viscérale) sans toucher au poumon « normal » (insufflé)

 

  • Risque septique
    • Eviter si possible de ponctionner les abcès intra-cavitaire
    • Si une cavité liquidienne se révèle contenir du pus à la ponction
      • Vider complètement l’abcès
      • Envisager une antibiothérapie préventive
    • Risque traumatique
      • Généralement minime
      • Sauf cystocenthèse 
        • Eviter de piquer sur une vessie de stase
        • Si c’est inévitable : choisir l’aiguille la plus petite possible (25G par exemple) et vider au maximum la vessie pour éviter les fuites
        • Toujours visualiser l’extrémité de l’aiguille : risque de toucher l’aorte (rare mais peut arriver à un opérateur peu expérimenté ou trop sûr de son geste)
      • Risque de dissémination des cellules tumorales
        • Très rare
        • Décrit chez le chien :
          • 3 cas de carcinomes à cellules transitionnelles de la vessie
          • 1 cas de carcinome pulmonaire
        • Risque particulier lié à la ponction des surrénales
          • La ponction des surrénales est formellement contre-indiquée dans les cas de phéochromocytome
        • Risque de rupture de la vésicule biliaire
          • La ponction de la vésicule biliaire est contre-indiquée dans lecas d’une obstruction des voies biliaires (vésicule sous pression)
        • Risque de générer de la douleur
          • La ponction thoracique engendre souvent une réaction de la part de l’animal
            • Une analgésie voir une anesthésie doit être envisagée
            • La ponction du foie, lorsqu’elle longe la paroi costale peut également engendrer de l’inconfort

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